auranofine

Rapports scientifiques volume 6, Numéro d'article : 19525 (2016) Citer cet article

3973 accès

27 Citations

6 Altmétrique

Détails des métriques

Les nanoparticules (NP) chargées de médicament peuvent améliorer le traitement des infections en garantissant la concentration du médicament au bon endroit dans la fenêtre thérapeutique. Les NP poly(acide lactique-co-glycolique) (PLGA) sont capables d'améliorer la localisation du médicament dans le site cible et de libérer durablement la molécule piégée, réduisant ainsi les effets secondaires causés par l'administration systémique d'antibiotiques. Nous avons chargé de l'auranofine, un composé d'or traditionnellement utilisé pour le traitement de la polyarthrite rhumatoïde, dans des NP PLGA et leur efficacité en tant qu'agent antibactérien contre deux agents pathogènes à Gram positif, Streptococcus pneumoniae et Streptococcus pyogenes, a été évaluée. Les NP d'auranofin-PLGA ont montré un fort effet bactéricide car les cultures de souches pneumococciques multirésistantes ont été pratiquement stérilisées après 6 h de traitement avec de telles NP d'auranofin à 0,25 μM. De plus, cet effet bactéricide puissant a également été observé dans les biofilms de S. pneumoniae et S. pyogenes, où la même concentration d'auranofin-NPs était capable de diminuer la population bactérienne d'environ 4 logs de plus que l'auranofin libre. Ces résultats ont été validés à l'aide d'un modèle d'embryon de poisson zèbre démontrant que le traitement à l'auranofine chargée dans les NP a permis une survie notable contre les infections à pneumocoques. Toutes ces approches ont montré une nette supériorité des nanoporteurs chargés d'auranofin PLGA par rapport à l'administration libre du médicament, ce qui soutient leur application potentielle pour le traitement des infections streptococciques.

Les infections bactériennes sont responsables d'une morbidité et d'une mortalité importantes en milieu clinique et représentent une menace pour la santé mondiale et un fardeau pour les systèmes de santé1. Streptococcus pneumoniae, le pneumocoque, est un agent pathogène à Gram positif et l'une des principales causes de maladies telles que l'otite moyenne, la bactériémie et la méningite chez les jeunes enfants, les personnes âgées et les personnes souffrant de maladies chroniques. Son fardeau clinique est d'environ 2 millions de décès par an dus à une maladie invasive (définie comme l'isolement de S. pneumoniae à partir d'un site normalement stérile tel que le sang ou le liquide céphalo-rachidien), dont la moitié chez les enfants de moins de 5 ans, mais est susceptible de provoquer beaucoup plus en raison de pneumonies non bactériémiques et d'autres maladies respiratoires2. Ainsi, pour chaque cas de pneumonie à pneumocoque bactériémique chez l'adulte, il a été estimé qu'il existe au moins 3 cas supplémentaires de pneumonie à pneumocoque non bactériémique3. Le traitement classique pour lutter contre les infections à pneumocoques a été l'utilisation d'antibiotiques, mais l'efficacité de cette thérapie a été compromise par la sélection progressive de la résistance contre les principales classes de médicaments et les échecs thérapeutiques sont largement rapportés4,5. De plus, un nombre plus petit, mais croissant, d'isolats de pneumocoques sont résistants à plusieurs antibiotiques, laissant la vancomycine comme médicament de dernier choix6. Streptococcus pyogenes est également un agent pathogène humain important étant la bactérie la plus fréquemment isolée chez les patients atteints de pharyngite, bien qu'elle provoque des infections invasives plus graves, notamment la fasciite nécrosante, la septicémie et le syndrome de choc toxique. Des échecs de traitement antibiotique dans des cas de pharyngite streptococcique ont été rapportés, principalement dus à la formation de biofilm7. Par conséquent, dans un rapport récent, les Centers for Disease Control and Prevention (CDC) des États-Unis ont appelé à une action agressive et immédiate pour stopper la propagation des agents pathogènes résistants aux médicaments8.

Il est bien établi que la découverte et le développement de médicaments sont aujourd'hui un processus très coûteux, chronophage et risqué. La soi-disant « réorientation » (ou « reprofilage ») des médicaments est une stratégie alternative et prometteuse pour accélérer ce processus de découverte de médicaments, avec une réduction concomitante des taux d'échec et des coûts associés9,10. En ce sens, l'auranofine est un composé d'or à ligand mixte approuvé par la Food and Drug Administration (FDA) américaine en 1985, commercialisé sous le nom de marque Ridaura et recommandé pour le traitement de la polyarthrite rhumatoïde sévère11. Il y a plusieurs années, de nouvelles activités pharmaceutiques intéressantes ont été révélées pour l'auranofine, notamment anticancéreuses, antivirales et contre les protozoaires pathogènes, comme Plasmodium falciparum, Entamoeba histolytica et Giardia lamblia12,13. Bien que l'activité antibactérienne de l'auranofine ait été moins explorée, un effet prometteur sur certains pathogènes à Gram positif comme Clostridium difficile14, Staphylococcus aureus15 ou Mycobacterium tuberculosis16 a été rapporté ces dernières années.

L'une des stratégies les plus efficaces pour surmonter la résistance microbienne est l'utilisation de nanoparticules (NP) comme systèmes d'administration de médicaments, car elles peuvent obtenir un effet thérapeutique prévisible et souhaité dans le corps humain17. Cet effet est atteint lorsque la concentration plasmatique du médicament au site concerné se situe dans la fenêtre thérapeutique, c'est-à-dire en dessous du niveau toxique mais au-dessus du niveau efficace. Ainsi, la libération prolongée d'antibiotiques à partir des NP pourrait potentiellement améliorer l'efficacité du traitement. De plus, les NP ont été utilisées pour cibler les agents antimicrobiens sur le site de l'infection, de sorte que des doses plus élevées de médicament puissent être administrées sur le site infecté, augmentant ainsi l'activité bactéricide avec moins d'effets secondaires indésirables18. Le poly(acide lactique-co-glycolique) (PLGA) est l'un des polymères biodégradables les plus utilisés car les monomères produits après son hydrolyse, l'acide lactique et l'acide glycolique, sont endogènes et efficacement métabolisés par l'organisme. En effet, parmi tous les biomatériaux possibles mis en place pour la production de NPs, le PLGA a retenu l'intérêt de la communauté de l'administration de médicaments en raison de ses propriétés intéressantes. Parmi eux, il convient de mentionner : a) la biodégradabilité et la biocompatibilité ; b) sa capacité à protéger les molécules médicamenteuses de la biodégradation ; et c) le développement potentiel de systèmes de libération prolongée19,20,21. Les NP PLGA ont été employées pour l'administration de vaccins22, le traitement du cancer23, le traitement des maladies inflammatoires24,25, la médecine régénérative26,27 et même pour le traitement de certaines maladies cardiovasculaires28. Concernant les traitements des infections, il existe quelques premières études visant à développer des NP antibiotiques-PLGA pour améliorer le traitement de certaines infections bactériennes. Différents antibiotiques ont été encapsulés dans des NP PLGA, tels que la rifampicine et l'azithromycine29, la gentamicine30,31,32, la nafcilline33 et la sparfloxacine34. Après plusieurs évaluations précliniques, les NPs de PLGA ont démontré leur potentiel anti-infectieux basé sur deux principes : les NPs sont généralement captées par endocytose, les NPs antibiotiques-PLGA sont donc des vecteurs prometteurs pour cibler les infections intracellulaires ; et les NP peuvent obtenir une libération prolongée, de sorte que les NP antibiotiques-PLGA peuvent être utilisés pour le traitement ou la prévention des infections.

Dans ce travail, nous avons exploré l'utilisation de PLGA NP chargés d'auranofine pour démontrer, comme preuve de concept, leur efficacité en tant qu'agent antibactérien contre deux agents pathogènes streptococciques importants, à savoir S. pneumoniae et S. pyogenes. Des résultats prometteurs ont été obtenus dans des essais in vitro utilisant des souches pneumococciques multirésistantes et un modèle de biofilm de S. pneumoniae et S. pyogenes, ainsi qu'in vivo en utilisant un modèle d'infection d'embryon de poisson zèbre.

Les NP PLGA, à la fois déchargées et chargées d'auranofine, ont été produites selon la méthode de nanoprécipitation décrite dans la section Méthodes. L'auranofine a été chargée avec succès dans le nanosupport PLGA, comme l'ont confirmé les expériences de digestion. La morphologie des NP a été observée par microscopie électronique à balayage (MEB) (Fig. 1a), montrant la forme sphérique attendue des NP produites. Le chargement d'auranofine pendant l'étape de nanoprécipitation n'a pas affecté la morphologie des particules (données non présentées).

Auranofin et PLGA NPs.

( a ) Micrographie SEM des NP PLGA déchargées et distribution de taille des NP PLGA mesurée par DLS (encart). ( b ) Libération in vitro d'auranofine à partir de NP PLGA et ajustement cinétique (ligne pointillée) de la cinétique de libération selon un ordre proche de zéro. La structure chimique de l'auranofine est insérée dans le panneau. Ac, acétyle; Et, éthyle.

La taille des NP a été évaluée à l'aide d'un appareil de diffusion dynamique de la lumière (DLS). On a observé que le diamètre moyen des NP non chargés et auranofin-PLGA était d'environ. 60 nm dans les deux cas (Fig. 1a). Les caractéristiques de surface ont été examinées par le biais du potentiel zêta et toutes les NP ont été chargées négativement avec des valeurs ca. −30 mV, comme prévu.

Le rapport entre l'acide poly(lactique) et l'acide poly(glycolique) ainsi que leurs poids moléculaires ont été sélectionnés pour suivre un certain schéma de dégradation qui contrôle la cinétique de libération, de sorte qu'une libération constante d'auranofine a été obtenue au cours des 6 premières heures de l'expérience. La cinétique de libération des NPs PLGA est principalement basée sur la dégradation du PLGA via l'hydrolyse de ses liaisons ester en présence d'eau. Dans ce cas, le profil de libération typique des NP PLGA devrait consister en une phase d'ordre zéro. Cependant, il existe d'autres effets influençant la cinétique de libération, tels que la diffusion en surface, la diffusion en masse, la variation du poids moléculaire du polymère et l'érosion des NP. Tous contribuent à un processus complexe qu'il est très difficile de reproduire dans une équation individuelle. Dans notre cas particulier, les données de libération d'auranofine présentées sur la figure 1b peuvent être ajustées à des modèles cinétiques d'ordre proche de zéro suivant l'équation :

Qt étant le pourcentage d'auranofine libérée au temps t, Q0 la quantité initiale d'auranofine dans la solution (normalement Q0 = 0), k est la constante de libération et n est le facteur qui est 1 dans la libération pure d'ordre zéro (dégradation du polymère matrice) et 0,5 dans la libération de type Higuchi (diffusion de molécules médicamenteuses).

Les paramètres de l'ajustement cinétique, illustrés à la Fig. 1b, indiquent que notre processus de libération n'est pas une libération nulle pure (dégradation) ni une libération pure de Higuchi (diffusion), mais quelque part au milieu (n = 0,81), un quasi- libération cinétique d'ordre zéro.

Pour comparer l'activité bactéricide de l'auranofine seule ou des NP chargées d'auranofine, nous avons initialement choisi la souche non encapsulée S. pneumoniae R6. Il est important de noter que les souches de pneumocoques présentent une autolyse après plusieurs heures de phase stationnaire de croissance. Ainsi, le temps d'incubation a été ajusté pour tenir compte de la cinétique de libération de l'auranofine et de l'autolyse bactérienne dans les conditions testées. Les composés ont été ajoutés à une suspension bactérienne à une DO550 de 0,6 à trois concentrations différentes (0,1, 0,25 et 0,5 μM) et la densité optique cellulaire a été suivie tout au long de la courbe de croissance. Le comptage des cellules viables a démontré que l'auranofine seule était efficace comme agent anti-pneumococcique puisque 6 h d'incubation à 0, 5 μM ont diminué la population bactérienne d'environ trois unités logarithmiques (Fig. 2a), alors que les cultures traitées avec l'auranofine-NPs étaient pratiquement stérilisées à des concentrations de 0,25 ou 0,5 μM (Fig. 2b). Par la suite, l'activité bactéricide des NP chargées d'auranofine a également été testée à l'aide d'isolats pneumococciques encapsulés, à savoir les souches D39, 48 et 69 (tableau 1). Comme dans le test précédent, l'auranofine libre a entraîné une diminution de la viabilité de près de trois logs sur la souche multirésistante 48 à 0, 5 μM (Fig. 2c), tandis que l'auranofine-NP a également entraîné la destruction totale de la culture même à 0, 25 μM (Fig. 2d). Des résultats comparables ont été obtenus avec la souche D39 (sérotype 2) et la souche multirésistante 69 (sérotype 19F) (Tableau 2). Pour confirmer que l'effet bactéricide a été produit par l'auranofine libérée des NP plutôt que par les NP elles-mêmes, les NP PLGA non chargées ont toujours été testées dans toutes les expériences, démontrant que le nanoporteur n'altérait pas la population bactérienne.

Effets bactéricides des NP auranofin et auranofin-PLGA contre les souches pneumococciques.

Des cultures à croissance exponentielle de la souche R6 (a, b) et de la souche 48 (c, d) ont été incubées en l'absence ou en présence d'auranofine seule (a, c) ou d'auranofine-NP (b, d). Des contrôles avec tampon PBS, DMSO ou PLGA sans auranofine ont été inclus. Les cellules viables ont été déterminées sur des plaques de gélose au sang après 6 h d'incubation à 37 °C. Les données sont des moyennes de quatre expériences indépendantes. Les barres d'erreur représentent les écarts-types et les astérisques indiquent que les résultats sont statistiquement significatifs par rapport au contrôle en l'absence d'auranofine (ANOVA unidirectionnelle avec un test Dunnet post hoc ; * P < 0,01 ; ** P < 0,001).

Ensuite, nous avons testé l'efficacité de l'auranofine, seule ou chargée en NPs, contre deux souches de S. pyogenes, la souche type et SF370, cette dernière étant une souche typique formant un biofilm. Comme le montre le tableau 2, l'effet bactéricide dans ces souches n'a pas atteint les mêmes niveaux que ceux trouvés contre les souches de pneumocoques. En effet, l'auranofine libre n'a provoqué aucun effet sur la survie de la souche de type S. pyogenes, même à la concentration maximale testée (0,5 μM) mais a provoqué une chute de 90% de la viabilité de la souche SF370. Il convient de noter, cependant, que l'auranofine-NP a effectivement tué les deux souches de S. pyogenes, avec une diminution de 1 et 2 logs sur la souche type et la souche SF370, respectivement, confirmant l'efficacité accrue de l'auranofine lorsqu'elle était chargée dans les NP. par rapport à l'auranofine seule.

L'une des raisons expliquant la plus grande efficacité de l'auranofine chargée dans les NP PLGA contre les pathogènes streptococciques pourrait être due à une meilleure stabilité du médicament encapsulé et, ainsi, à la protection contre une dégradation enzymatique et/ou hydrolytique rapide26. Pour étudier ce problème, nous avons effectué des essais bactéricides contre S. pneumoniae R6 en ajoutant des impulsions d'auranofin chaque heure pour simuler la libération lente qui se produit à partir des NP-auranofin. L'ajustement à une concentration finale de 0,5 μM d'auranofine par 6 impulsions a diminué la population bactérienne de 6 logs après 6 h de traitement, tandis que la même concentration d'auranofine ajoutée en une seule fois au début de l'expérience a provoqué une chute de viabilité de près de 4 logs (Fig. 3). Ces résultats suggèrent fortement que les traitements à doses répétées d'auranofin pourraient être plus efficaces contre les infections à pneumocoque qu'une dose unique élevée. En d'autres termes, l'encapsulation de l'auranofine dans les NP PLGA permet un bon système de délivrance puisqu'une libération prolongée du médicament augmente l'efficacité du traitement.

Effets bactéricides des impulsions d'auranofine contre S. pneumoniae R6.

Des cultures à croissance exponentielle ont été incubées en présence d'une concentration finale de 0,5 μM d'auranofin ajoutée dans trois conditions différentes : en une seule dose au début de l'expérience (auranofin), par impulsions de 1 h pendant 6 h (auranofin-pulses), ou chargés dans des NP PLGA (NP auranofin-PLGA). Des contrôles avec tampon PBS, DMSO ou PLGA sans auranofine ont également été inclus. Les cellules viables ont été déterminées sur des plaques de gélose au sang après 6 h d'incubation à 37 °C. Les données sont des moyennes de trois expériences indépendantes. Les barres d'erreur représentent les écarts-types et les astérisques indiquent que les résultats sont statistiquement significatifs par rapport au contrôle en l'absence d'auranofine (ANOVA unidirectionnelle avec un test Dunnet post hoc ; * P < 0,01 ; ** P < 0,001).

L'auranofine libre et l'auranofine chargée dans les NP ont d'abord été dosées sur la souche S. pneumoniae P046 à des concentrations de 0,25, 0,5 et 1 μM. Cette souche sujette au biofilm ne s'autolyse pas après de longues périodes d'incubation à 30 °C ou 37 °C, en raison de sa déficience en autolysines LytA et LytC. Un effet positif de tout médicament contre le biofilm bactérien est mis en évidence par la diminution de la formation de biofilm due à la dispersion des cellules et, surtout, par l'action létale du médicament sur les cellules restantes. Par conséquent, l'effet bactéricide sur le biofilm P046 a été vérifié après 6 h du traitement correspondant et les résultats ont clairement démontré que le médicament chargé dans les NP tuait plus efficacement les cellules cultivées dans le biofilm de S. pneumoniae que l'auranofine libre. Par exemple, l'auranofine-NP a tué environ 4 logs de la population bactérienne à 0,25 μM (plus de 99,9 % de mortalité), alors que l'auranofine seule était pratiquement inefficace à la même concentration, étant nécessaire au moins 1 μM de composé pour atteindre 90 % de mortalité ( figure 4a). De plus, nous avons vérifié les mêmes traitements sur la souche S. pyogenes SF370, cultivée sous forme de biofilm, aux mêmes concentrations utilisées auparavant. Les résultats dans ce cas étaient très similaires à ceux de l'expérience précédente, car les auranofin-NPs à une concentration de 0,25 μM étaient capables de tuer les mêmes 4 logs de cellules bactériennes. Il convient de noter un comportement radicalement différent dans l'activité létale entre l'auranofine libre et encapsulée par rapport aux cultures planctoniques et cultivées en biofilm des deux agents pathogènes, S. pneumoniae et S. pyogenes. Comme le montrent la figure 4 et le tableau 2, l'auranofine libre a présenté un effet bactéricide plus élevé sur le plancton que sur les cellules du biofilm de la souche S. pyogenes SF370 (environ 1 et 0, 5 log de diminution, respectivement, à 0, 5 μM). En revanche, les NP PLGA chargées d'auranofine étaient clairement plus létales contre le biofilm des deux bactéries que les mêmes cellules cultivées de manière planctonique (diminution > 4 et 2 log, respectivement, à 0, 5 μM pour S. pyogenes ).

Biofilms streptococciques traités avec des NP auranofin ou auranofin-PLGA.

( a ) Des cellules de la souche S. pneumoniae P046, cultivées sous forme de biofilm, ont été traitées avec 0, 25, 0, 5 et 1 μM d'auranofin et d'auranofin-PLGA NPs pendant 6 h à 37 ° C. ( b ) Des cellules de la souche S. pyogenes SF370, cultivées sous forme de biofilm, ont été traitées avec 0, 25, 0, 5 et 1 μM d'auranofin et d'auranofin-PLGA NPs pendant 6 h à 37 ° C. Les témoins comprenaient des biofilms incubés pendant 6 h dans du tampon PBS, du DMSO ou des NP PLGA. Les cellules viables ont été déterminées sur des plaques de gélose au sang. Les données représentent la moyenne de trois expériences indépendantes. Les barres d'erreur représentent les écarts-types et les astérisques indiquent que les résultats sont statistiquement significatifs par rapport au contrôle en l'absence d'auranofine (ANOVA unidirectionnelle avec un test Dunnet post hoc ; * P < 0,01 ; ** P < 0,001).

Une fois démontré le puissant effet destructeur des auranofin-NPs contre deux bactéries streptococciques cultivées sous forme de biofilm, nous avons analysé par microscopie confocale à balayage laser (CLSM) la structure fine du maillage typique qui caractérise cette croissance bactérienne pour détecter la capacité de dispersion cellulaire due à l'activité d'auranofin-NPs. Cette analyse a été effectuée sur la souche pneumococcique P046 et les images CLSM du biofilm dans du PBS et le correspondant à un contrôle contenant des NP PLGA non chargées présentait une densité cellulaire et un pourcentage de bactéries vivantes similaires (Fig. 5a, b). En revanche, le biofilm traité avec l'auranofin-NP a mis en évidence la grande perte de cellules pneumococciques restantes (Fig. 5c), ce qui a pleinement confirmé l'action létale de l'auranofin lorsqu'elle est chargée dans les NP PLGA.

CLSM de biofilms pneumococciques traités avec des NP auranofin-PLGA.

Des cellules de la souche S. pneumoniae P046, cultivées sous forme de biofilm, ont été incubées avec du PBS (a), ou avec 1 μM de NP PLGA (b), ou traitées avec 1 μM de NP auranofin-PLGA (c) pendant 6 h à 37 ° C. Ensuite, les cellules des biofilms ont été colorées avec le kit BacLight LIVE/DEAD pour révéler les bactéries viables (fluorescence verte) et non viables (fluorescence rouge). Des reconstructions tridimensionnelles horizontales (plan x–y) sont présentées. Barres, 25 μm.

Pour valider dans un modèle animal d'infection les résultats bactéricides in vitro des auranofin-NPs, nous avons utilisé un modèle d'embryon de poisson zèbre, récemment mis en place pour S. pneumoniae et S. pyogenes35. Des expériences de contrôle utilisant la souche pneumococcique D39 ont montré qu'une provocation bactérienne avec environ 2, 5 × 108 UFC mL -1 tuait 50% des embryons en 4 à 5 jours, lorsqu'elle était administrée par immersion dans du milieu E3. Par conséquent, 48 h après la fécondation, des embryons de poisson zèbre ont été mis en contact avec l'agent pathogène. Huit heures après la provocation bactérienne, les embryons ont été lavés abondamment avec le même milieu et traités avec une dose unique d'auranofin libre ou d'auranofin-NPs à des concentrations allant de 0,1 à 0,5 μM par embryon. Des cellules de souche D39 tuées par la chaleur (10 min à 65 ° C) ont été utilisées comme contrôle négatif. Le sauvetage des embryons infectés et traités avec l'auranofine-NPs variait selon la concentration utilisée, soit 100 % (46/46) de survie lorsqu'ils étaient traités avec 0,5 μM, 93,5 % (43/46) avec 0,25 μM et 89,1 % (41/ 46) avec 0,1 µM. Ces résultats ont indiqué l'efficacité de l'auranofine pour protéger les embryons contre l'infection pneumococcique et également que le traitement avec l'auranofine-NP a entraîné une protection environ 15 % supérieure (P < 0,01) qu'avec le médicament seul, par exemple 73,9 % des embryons (34/46) ont survécu lorsqu'ils ont été traités avec de l'auranofine libre et 89,1 % avec de l'auranofine-NP, tous deux à la même concentration (0,1 μM) (Fig. 6). L'efficacité de l'auranofine sur le sauvetage d'embryons a été comparée à celle d'un antibiotique conventionnel comme l'ampicilline, qui appartient à la famille des β-lactamines. Lorsque les deux médicaments ont été ajoutés seuls à 0, 5 μM, la survie des embryons de poisson zèbre était presque la même après 5 jours après l'infection (84, 6%) (Fig. 6a). Cependant, les traitements avec la même concentration d'ampicilline chargée dans les NP PLGA ont sauvé un taux similaire d'embryons (38/46, soit 82,6%), alors que les NP-auranofin ont atteint 100% de survie à la même concentration de 0,5 μM (Fig. 6b) . Pour visualiser l'effet de protection des auranofin-NPs, les embryons de tous les groupes d'expériences ont été surveillés au fil du temps pour tout changement morphologique. Les embryons ont été examinés à l'aide d'un stéréomicroscope et il a été constaté que les embryons infectés par S. pneumoniae D39 avaient une queue beaucoup plus courte et incurvée et plusieurs déformations, principalement dans la cavité péricardique et le sac vitellin (Fig. 7b) par rapport aux témoins non infectés correspondants (Fig. 7a). Cependant, les embryons infectés et traités avec 0, 5 μM d'auranofin-NPs étaient entièrement protégés et ne présentaient pas les déformations typiques provoquées par une infection à pneumocoque (Fig. 7c).

Sauvetage d'embryons de poisson zèbre d'une infection pneumococcique par auranofin ou auranofin-PLGA NPs.

La survie des embryons infectés par la souche S. pneumoniae D39 et traités (ou non) avec différentes concentrations d'auranofin ou d'auranofin-PLGA NPs (n = 24 à 36 embryons par condition) est montrée. Des contrôles avec du DMSO, de l'auranofine, de l'ampicilline seuls et chargés dans des NP PLGA ont également été inclus. Les embryons ont été surveillés pour leur survie sur une période de 5 jours et les résultats ont été tracés sous forme de courbes de survie de Kaplan-Meier. Les courbes de survie ont été comparées aux tests du log-rank (Mantel-Cox) et Gehan-Breslow-Wilcoxon (*P < 0,01 ; **P < 0,001).

Images microscopiques d'embryons de poisson zèbre infectés par des pneumocoques et traités avec des NP auranofin-PLGA.

(a) Groupe d'embryons non infectés. ( b ) Groupe d'embryons infectés par la souche S. pneumoniae D39 sans traitement. ( c ) Groupe d'embryons infectés et traités avec des NP d'auranofin-PLGA de 0, 5 μM. Les images ont été prises 5 jours après l'infection. Abréviations : pe, œdème péricardique ; tm : malformation de la queue et yse, œdème du sac vitellin. Barres, 500 μm.

Les infections causées par des bactéries multirésistantes sont une préoccupation importante en termes de santé mondiale car elles favorisent souvent des pathologies mortelles. L'importance particulière des infections dérivées des biofilms devient évidente, car après un traitement avec des concentrations élevées d'antibiotiques, la plupart des bactéries ont survécu dans ces biofilms, même lorsque des cellules bactériennes mortes recouvraient la surface7. Les traitements de la maladie ont été entravés principalement en raison du manque d'antibiotiques efficaces ; par conséquent, l'identification de nouveaux médicaments avec de nouveaux mécanismes d'action est devenue une priorité internationale36,37. L'auranofine est un médicament avec un centre d'or (I) coordonné à des résidus de thiosucre et de triéthylphosphine, qui a récemment été réutilisé comme médicament efficace non seulement contre les protozoaires pathogènes12,13 mais aussi contre plusieurs bactéries Gram-positives et Gram-négatives, bien que le ce dernier groupe était moins sensible au médicament que le premier. En fait, les valeurs de CMI pour les bactéries Gram-positives testées les plus sensibles variaient entre 0,12 et 0,5 μg mL-1, alors que ces CMI augmentaient jusqu'à >16 μg mL-1 pour certaines bactéries Gram-négatives, comme Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa ou Acinetobacter baumannii15,16. Bien que le mécanisme détaillé de l'effet bactéricide de l'auranofine n'ait pas été élucidé, des données récentes suggèrent fortement que l'homéostasie thiol-redox est la cible bactérienne chez M. tuberculosis16. Il a été démontré que l'auranofine inhibe la thiorédoxine réductase bactérienne, une protéine clé de nombreuses bactéries Gram-positives pour le maintien de l'équilibre thiol-redox et la protection contre les espèces oxydatives réactives15.

Initialement, nous avons concentré cette étude sur l'effet bactéricide de l'auranofine contre deux agents pathogènes cliniquement pertinents, S. pneumoniae et S. pyogenes. Un résumé des données de viabilité, présenté dans le tableau 2, a démontré que ce médicament a un effet bactéricide puissant contre toutes les souches de pneumocoque testées, y compris les multirésistantes, alors qu'il était plutôt inefficace contre les souches de S. pyogenes testées. La valeur de la concentration létale pour les pneumocoques, 0,5 μM correspond à 0,34 μg mL−1, se situe dans la gamme des valeurs de CMI rapportées pour d'autres bactéries à Gram positif comme S. aureus et Streptococcus epidermidis16,38. Après ces résultats prometteurs avec l'auranofine reprofilée contre les pneumocoques, nous avons cherché une méthode pour améliorer et étendre l'action bactériolytique du médicament, même dans les tests de biofilm où la population bactérienne est plus tolérante, ou résistante, aux thérapies antibiotiques. Une solution typique pour atteindre cet objectif dans la formulation de composés actifs est le chargement du médicament souhaité dans un véhicule ou NP approprié.

Les polymères sont utilisés par l'industrie pharmaceutique depuis plus de 40 ans, évoluant des sutures résorbables et des implants orthopédiques aux NP multifonctionnelles capables de cibler et de libérer de manière contrôlée des thérapeutiques. En ce sens, l'utilisation de NP polymères pour développer des médicaments plus sûrs et plus efficaces, appelés nanomédicaments, a considérablement influencé les industries pharmaceutiques et biotechnologiques. Entre autres, les NP PLGA biodégradables ont été largement utilisées pour une variété d'applications biologiques grâce à leurs méthodes de préparation fiables, la biocompatibilité (approuvée par la FDA), la biodégradabilité39,40, la capacité d'encapsuler et de protéger les médicaments de la dégradation21,41. De plus, le piégeage (ou l'encapsulation) de la molécule active dans un système d'administration fournit un meilleur contrôle du comportement pharmacocinétique du médicament souhaité. Cette utilisation plus efficace des composés pharmaceutiques peut diminuer certains des inconvénients et fournit la base pour raccourcir le temps actuel requis par les traitements classiques. Cela pourrait être d'une importance capitale lorsqu'il s'agit d'antibiotiques, car cela pourrait aider à éviter la résistance des bactéries aux antibiotiques, qui est l'une des principales préoccupations dans le traitement des infections de nos jours. Il existe de nombreux exemples dans la littérature où l'encapsulation d'antibiotiques dans des NP PLGA augmente leur efficacité. Par exemple, les NP PLGA chargées d'azithromycine étaient plus actives que la solution d'azithromycine contre Salmonella typhi42. Plus récemment, il a été décrit que les NP de clarithromicine-PLGA sont plus efficaces que la clarithromicine non traitée contre E. coli, H. influenzae, S. aureus et S. pneumoniae43. Compte tenu des avantages présentés par les NP PLGA et compte tenu de l'efficacité améliorée des antibiotiques lorsqu'ils sont chargés dans ce système de livraison, nous avons préparé des NP auranofin-PLGA avec un protocole permettant la formation reproductible de NP présentant des diamètres inférieurs à 100 nm et des indices de polydispersité faibles, ce qui indique une distribution de taille homogène.

Une fois que le chargement et la libération prolongée d'auranofine des NP PLGA ont été confirmés, leurs avantages potentiels pour les traitements des infections ont été évalués. Plus précisément, la préparation d'auranofin-PLGA a permis de comparer son activité létale contre S. pneumoniae et S. pyogenes avec celle de l'auranofine seule en utilisant trois types d'expériences comme systèmes modèles : i) étude in vitro utilisant plusieurs souches de pneumocoque, y compris les multirésistantes pertinentes ; ii) test de biofilm sur des souches appropriées, comme S. pneumoniae P046 et S. pyogenes SF370 ; iii) modèle animal in vivo, comme des embryons de poisson zèbre infectés par S. pneumoniae. Toutes ces approches ont confirmé l'amélioration de l'activité destructrice des auranofin-NPs par rapport à l'auranofin libre, avec un accent particulier sur l'approche du biofilm, puisque la puissance de l'auranofin chargée dans le PLGA pour disperser et tuer la population bactérienne des biofilms de S. pneumoniae et S. pyogenes dépassait environ 4 enregistre la létalité trouvée avec le médicament seul contre les deux agents pathogènes. Ce résultat prometteur pourrait être particulièrement pertinent pour anticiper un futur traitement des infections à base de biofilms particulièrement récalcitrantes aux antibiotiques classiques44. Un argument supplémentaire pour compter sur l'application clinique de ce type de NP provient de la validation réussie des tests in vitro avec la protection des embryons de poisson zèbre infectés, ce qui met en évidence les avantages des NP en tant que système d'administration de médicaments pour lutter contre les infections à streptocoques.

La méthode de nanoprécipitation pour la formation de NPs PLGA encapsulées dans l'auranofine a été réalisée selon une procédure décrite précédemment45. Brièvement, 10−15 mg d'auranofine [Sigma-Aldrich, >98% High Performance Liquid Chromatography (HPLC)] ont été dissous dans 20 mL d'un mélange de dichlorométhane:acétone (0,5:19,5) puis 200 mg de PLGA (Aldrich, 50:50, Mw 7 000–17 000) ont été ajoutés puis soniqués pendant 2 min (solution 1). Séparément, 56 mg de Pluronic F-68 (Sigma) ont été dissous dans 40 mL d'eau (0,14 % wv-1) dans un ballon à fond rond de 100 mL sous agitation magnétique modérée (solution 2). La solution 1 a été placée sur un distributeur de seringues pour être ensuite transférée goutte à goutte (0,25 mL min-1) sur la solution 2 sous agitation magnétique modérée. Les NP ont été agitées pendant 2 h et le solvant organique restant a été éliminé dans un évaporateur rotatif à pression réduite pendant 2 h. Les NP ont ensuite été centrifugés à 6 600 tr/min dans un rotor 7700 RCF à 4 ° C pendant 15 min, lavés deux fois avec de l'eau distillée et centrifugés à nouveau. Ensuite, les NP ont été mises en suspension dans une petite quantité d'eau, congelées dans de l'azote liquide et lyophilisées. Le même processus a été suivi sans auranofine pour la synthèse de NPs PLGA non chargées.

La morphologie sphérique des NP produites a été évaluée au MEB sur un JEOL JSM 6335F (Electron Microscopy Center, UCM). Les échantillons ont subi une métallisation Au avant l'observation.

La taille hydrodynamique moyenne et l'indice de polydispersité ont été mesurés avec un appareil DLS (Zetasizer NanoZS, Malvern Instruments) équipé d'un laser 633 nm à 25 °C. Des échantillons des suspensions préparées avec de l'eau ultra-purifiée (environ 0,1 mg mL-1) ont été placés dans la cellule de mesure.

L'auranofine a été quantifiée en mesurant Au dans un échantillon digéré à l'acide par spectroscopie d'émission atomique à plasma à couplage inductif (ICP-AES, Varian Vista AX Pro) à travers la ligne d'émission Au à 267,6 nm. En bref, 10 mg de NP chargées d'auranofine ont été pesées avec précision et placées dans un réacteur en acier à enveloppe en téflon. Ensuite, 10 à 20 ml d'acide fluorhydrique / nitrique concentré (1: 1) (Panreac) ont été doucement ajoutés et modérément chauffés jusqu'à digestion complète pendant 48 h. Enfin, la solution jaune clair a été prélevée dans une fiole jaugée de 10 ml et mesurée. La charge médicamenteuse obtenue était de 1,8 à 6,2 mg d'auranofine par gramme de NP dans toutes les synthèses.

Des études de libération in vitro ont été réalisées en dispersant 10 mg de NPs PLGA chargées dans 0,5 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) fraîche (NaCl 137 mM, KCl 2,7 mM, Na2HPO4 10 mM et KH2PO4 1,8 mM [ajusté à pH 7,4]) et placé sur un support perméable Transwell avec une membrane en polycarbonate de 0,4 μm (taille moyenne des pores). Le puits a été rempli avec 1,0 ml de PBS pH 7,4 et la suspension a été secouée de manière orbitale à 100 tr/min à 37°C pendant toute l'expérience. Toutes les heures, 1 ml d'échantillon a été retiré de la plaque Transwell et remplacé par du PBS frais. La séparation et la quantification ont été réalisées par HPLC équipée d'un détecteur UV-Vis, mesurant l'absorbance du 2-nitro-5-thiobenzoate (NTB, λmax 409 nm). Le NTB est produit lorsque les groupes thiol réagissent avec l'acide 5,5′-dithiobis-(2-nitrobenzoïque) (DTNB) en clivant la liaison disulfure pour obtenir le NTB dans l'eau à pH neutre. Les échantillons contenant de l'auranofine ont été traités au KI pour rompre la liaison or-thiol46. Dans ce but, 250 μL d'échantillon avec 50 μL de KI 2,0 M ont été placés dans un bain à ultrasons à 50 °C pendant 20 min, puis immédiatement refroidis à la glace, selon le protocole standard fourni par Sigma. Un module de séparation HPLC (Waters Alliance 2695) (Milford, Massachusetts, USA) basé sur une phase mobile isocratique de ACN:MeOH:Eau (3:3:94, v:v:v) à un débit de 1 mL min− 1 a été utilisé pour séparer et quantifier le signal NTB avec un temps de rétention de 4,2 min. Le système était équipé d'un détecteur à réseau de diodes à longueur d'onde variable Water 2996 à 354 nm. Une colonne en phase inverse Waters X-Terra RP-18 (4,6 × 250 mm, 5 μm) a été utilisée à 40 °C et un volume d'injection de 10 à 50 μL a été sélectionné en fonction du cas. Un schéma décrivant les réactions, le protocole de dérivation de l'auranofine et le chromatogramme 3D est illustré à la Fig. S1.

Les effets bactéricides des NP chargés d'auranofin ont été surveillés en suivant la densité optique à 550 nm (OD550) pendant 6 h et les cellules viables à ce moment. En bref, les souches de S. pneumoniae et de S. pyogenes (tableau 1) ont été cultivées dans du milieu C47 et du milieu Todd-Hewitt, respectivement, additionnées d'extrait de levure (0,8 mg mL-1 ; Difco Laboratories) à 37 °C sans agitation. Une fois que les bactéries ont atteint la phase exponentielle de croissance (DO550 ≈0,3), les cultures ont été centrifugées et lavées deux fois avec du PBS et la DO550 finale a été ajustée à ≈0,6 avec du PBS. Les bactéries remises en suspension ont ensuite été transférées dans des tubes en plastique et différentes quantités de NP auranofin-PLGA (en suspension dans du PBS) ont été ajoutées pour atteindre une concentration finale de 0, 1, 0, 25 ou 0, 5 μM d'auranofine. Des échantillons de contrôle avec des NP PLGA non chargées ou de l'auranofine seule aux mêmes concentrations ont toujours été analysés en parallèle. Des contrôles supplémentaires avec du PBS et du diméthylsulfoxyde (DMSO), utilisés pour solubiliser les NP et l'auranofine, respectivement, ont également été inclus. Tous les échantillons ont été incubés à 37 ° C pendant 6 h et la DO550 et les cellules viables ont été déterminées à des moments choisis. Le comptage des cellules viables a été effectué dans des plaques de base de gélose au tryptose au sang (Difco Laboratories) additionnées de 5 % de sang de mouton défibriné. Pour chaque échantillon, une série de dilutions de 10 fois a été préparée dans du PBS et 10 μL de chaque dilution ont été étalés. Les colonies ont été comptées après une nuit d'incubation à 37°C.

Des biofilms pneumococciques ont été produits à l'aide de la souche P046 de S. pneumoniae, un double mutant lytA lytC48, un dérivé de la souche de laboratoire non encapsulée R649. Les conditions optimales pour la formation de biofilms sur des plaques de polystyrène ont été décrites ailleurs50. En bref, tous les biofilms ont été formés dans des plaques de microtitration en polystyrène à 96 puits Costar 3595 (Corning, New York, États-Unis). Les cellules ont été cultivées dans du milieu C additionné d'extrait de levure (0,8 mg mL-1) jusqu'à une densité optique de 0,5 à 0,6 à DO595, sédimentées par centrifugation, remises en suspension dans un volume égal de milieu C, diluées et des portions de 200 μL contenant 2,2 × 104 UFC ont été distribuées dans chaque puits. Après 16 h d'incubation à 34 ° C, les cultures planctoniques ont été retirées et les biofilms résultants ont été lavés deux fois avec du PBS puis traités pendant 6 h supplémentaires à 37 ° C avec diverses concentrations d'auranofin ou d'auranofin-NPs. Des contrôles avec du DMSO ou des NP non chargées ont également été analysés. Ensuite, les surnageants ont été à nouveau retirés, lavés deux fois avec du PBS et des séries de dilutions de 10 ont été préparées dans du PBS. 10 μL de chaque dilution ont été étalés sur des plaques de gélose au sang et les colonies ont été comptées après une nuit d'incubation à 37 °C. Le biofilm de S. pyogenes a été produit à l'aide de la souche SF370, comme décrit précédemment51. En bref, une culture d'une nuit de S. pyogenes a été diluée à 1:20 avec du milieu Todd-Hewitt frais additionné d'extrait de levure (0, 8 mg ml-1) et cultivée statiquement dans des plaques de microtitration en polystyrène pendant 24 h à 37 ° C. Après incubation, le même protocole a été suivi que décrit ci-dessus pour les biofilms pneumococciques.

Pour observer les biofilms par CLSM, la souche S. pneumoniae P046 a été cultivée sur des boîtes WillCo à fond de verre (WillCo Wells) pendant 16 h à 34 ° C. Après incubation, le milieu de culture a été retiré et le biofilm rincé avec du PBS pour éliminer les bactéries non adhérentes, puis traité pendant 6 h supplémentaires à 37 ° C avec 1 μM d'auranofin-NPs. Des biofilms de contrôle avec du PBS ou des NP PLGA déchargés ont également été dosés. Ensuite, les surnageants ont été à nouveau retirés puis colorés avec le kit de viabilité bactérienne LIVE/DEAD BacLight L-13152 (Invitrogen-Molecular Probes) pour le suivi de la viabilité des populations bactériennes. Les cellules dont la membrane est compromise - considérées comme mortes ou mourantes - se colorent en rouge, tandis que celles dont la membrane est intacte se colorent en vert48. Les biofilms ont été observés à un grossissement ×63 à l'aide d'un Leica TCS-SP2-AOBS-UV CLSM. Les maxima d'excitation/émission étaient d'environ 488/500–546 nm. Les images ont été analysées à l'aide du logiciel LCS (Leica). Les projections ont été obtenues à travers le plan x – y (balayages individuels à des intervalles de 0, 5 μm).

Le modèle d'infection pneumococcique était basé sur une méthode décrite précédemment35, utilisant des embryons de poisson zèbre de type sauvage (Danio rerio) obtenus auprès de ZFBioLabs (Tres Cantos, Espagne). Brièvement, les embryons ont été déchorionnés 24 h après la fécondation par traitement à la pronase (2 mg mL-1) pendant 1 min, répartis dans des plaques à 96 puits et incubés dans 100 μL de milieu E3. 48 h après la fécondation, les embryons ont été infectés avec 100 μL d'une suspension de 2,5 × 108 unités formant colonies (UFC) mL-1 de S. pneumoniae souche D39. Les titres d'inoculation bactérienne ont été calculés par dilution en série et étalement sur des plaques de gélose au sang tryptose pour chaque expérience. Sept heures après l'infection, les embryons infectés ont été lavés abondamment avec du milieu E3 pour éliminer les bactéries et 100 μL du même milieu frais autoclavé additionné d'auranofine (0,1, 0,25 ou 0,5 μM) ou de NP chargées d'auranofine (contenant la même concentration du médicament ) ont été ajoutés. Les témoins non infectés sans traitement ou traités avec du DMSO, de l'auranofine ou des NP PLGA non chargés ont été lavés de la même manière. Les embryons ont été incubés à 27,5 ° C dans des conditions stériles et la mortalité a été suivie dans tous les échantillons pendant 5 jours, en changeant le milieu E3 frais tous les jours. Les embryons de poisson zèbre ont été considérés comme morts lorsque la coagulation a été observée ainsi que l'absence de battement cardiaque pendant 15 secondes d'observation. Chaque expérience a été répétée au moins 3 fois et 24 à 36 embryons ont été utilisés par condition et expérience.

Toutes les expériences avec des embryons de poisson zèbre ont été réalisées dans le strict respect de la nouvelle directive européenne 2010/63/UE sur la protection des animaux. Les signes d'infection ont été surveillés trois fois par jour pendant toute la durée de l'expérience. Les embryons moribonds ont été anesthésiés par immersion dans de la tricaïne (MS222) (Sigma-Aldrich) à 200 mg mL−1, suivie d'une immobilisation par immersion dans de l'eau glacée (5 parts de glace/1 part d'eau, 0–4 °C) pendant au moins 20 min pour assurer la mort par hypoxie. L'approbation de ces protocoles expérimentaux a été accordée par le décret royal espagnol 53/2013 établissant les normes de base pour la protection des animaux utilisés dans les expérimentations animales et à d'autres fins scientifiques.

Les embryons vivants (5 jours après l'infection) ont été traités pour assurer la mort comme décrit ci-dessus, montés dans 3% de méthylcellulose dans des lames de dépression et photographiés sous un stéréoscope Olympus SZX16 avec une caméra QImaging MicroPublisher 5.0 RVT. Les images ont été traitées avec NIH ImageJ. Pour toutes les expériences décrites, les images présentées sont représentatives des effets observés chez au moins 90% des individus.

Tous les résultats in vitro sont représentatifs des données obtenues à partir d'expériences indépendantes répétées et chaque valeur représente les écarts-types moyens pour 3 à 4 répétitions. L'analyse statistique a été effectuée en utilisant le test t de Student bilatéral (pour deux groupes), tandis que l'analyse de variance (ANOVA) a été choisie pour les comparaisons multiples. Pour toutes les données in vivo, les tests du log-rank (Mantel-Cox) et de Gehan-Breslow-Wilcoxon ont été utilisés pour tracer, analyser et comparer les courbes de survie. GraphPad InStat version 5.0 (GraphPad Software, San Diego, CA) a été utilisé pour l'analyse statistique.

Comment citer cet article : Díez-Martínez, R. et al. Les nanoparticules chargées d'auranofine comme nouvel outil thérapeutique pour lutter contre les infections à streptocoques. Sci. Rep. 6, 19525; doi : 10.1038/srep19525 (2016).

OMS. Résistance aux antimicrobiens, rapport mondial sur la surveillance, < http://www.who.int/drugresistance/documents/surveillancereport/en/.> (2014) (dernier accès le 16/11/2015).

O'Brien, KL et al. Charge de morbidité causée par Streptococcus pneumoniae chez les enfants de moins de 5 ans : estimations mondiales. Lancet 374, 893−902 (2009).

Article PubMed Google Scholar

Saïd, MA et al. Estimation du fardeau de la pneumonie à pneumocoque chez les adultes : une revue systématique et une méta-analyse des techniques de diagnostic. PloS un 8, e60273 (2013).

Article CAS ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Klugman, KP Preuve bactériologique de l'échec des antibiotiques dans les infections pneumococciques des voies respiratoires inférieures. EUR. Respir. J. 20 (Suppl. 36), 3s–8s (2002).

Fuller, JD & Low, DE Un examen des échecs du traitement des infections à Streptococcus pneumoniae associés à la résistance aux fluoroquinolones. Clin. Infecter. Dis. 41, 118−121 (2005).

Article PubMed Google Scholar

Jernigan, DB, Cetron, MS & Breiman, RF Minimiser l'impact du streptococcus pneumoniae résistant aux médicaments (DRSP): Une stratégie du groupe de travail DRSP. JAMA: le journal de l'American Medical Association 275, 206-209 (1996).

Article CAS PubMed Google Scholar

Ogawa, T. et al. La formation ou l'internalisation de biofilm dans les cellules épithéliales permet à Streptococcus pyogenes d'échapper à l'éradication des antibiotiques chez les patients atteints de pharyngite. Microb. Pathogène. 51, 58–68 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

McCarthy, M. CDC appelle à une action urgente pour lutter contre l'augmentation des agents pathogènes résistants aux médicaments. Méd britannique. J. 347, f5649 (2013).

Article Google Scholar

Chong, CR & Sullivan, DJ, Jr. Nouvelles utilisations pour les anciennes drogues. Nature 448, 645−646 (2007).

Article CAS ADS PubMed Google Scholar

Aronson, JK Anciennes drogues – nouvelles utilisations. Br. J.Clin. Pharmacol. 64, 563–565 (2007).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Shaw, CF Agents thérapeutiques à base d'or. Chim. Rév. 99, 2589–2600 (1999).

Article CAS Google Scholar

Madeira, JM, Gibson, DL, Kean, WF & Klegeris, A. L'activité biologique de l'auranofine : implications pour le nouveau traitement des maladies. Inflammopharmacol. 20, 297–306 (2012).

Article CAS Google Scholar

Roder, C. & Thomson, M. Auranofin : Réutiliser un ancien médicament pour un nouvel âge d'or. Médicaments en R&D 15, 13–20 (2015).

Article CAS Google Scholar

Jackson-Rosario, S. et al. L'auranofine perturbe le métabolisme du sélénium dans Clostridium difficile en formant un adduit Au-Se stable. J. Biol. Inorg. Chim. 14, 507-519 (2009).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hokai, Y. et al. L'auranofine et les thiolates d'or hétérométalliques apparentés en tant qu'inhibiteurs puissants des souches bactériennes de Staphylococcus aureus résistantes à la méthicilline. J.Inorg. Biochimie. 138, 81−88 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Harbut, MB et al. L'auranofine exerce des activités bactéricides à large spectre en ciblant l'homéostasie thiol-redox. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 112, 4453–4458 (2015).

Article CAS ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kandi, V. & Kandi, S. Propriétés antimicrobiennes des nanomolécules : candidats potentiels en tant qu'antibiotiques à l'ère de la multirésistance aux médicaments. Épidémiol. Santé 37, e2015020 (2015).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Leid, JG et al. Études antimicrobiennes in vitro de complexes de carbène d'argent : activité de formulations de carbène libres et nanoparticulaires contre des isolats cliniques de bactéries pathogènes. J. Antimicrobe. Chimimère. 67, 138-148 (2012).

Article CAS PubMed Google Scholar

Vert, M., Mauduit, J. & Li, S. Biodégradation des polymères PLA/GA : complexité croissante. Biomatériaux 15, 1209-1213 (1994).

Article CAS PubMed Google Scholar

Prokop, A. & Davidson, JM Systèmes de livraison intracellulaires nanovéhiculaires. J.Pharm. Sci. 97, 3518–3590 (2008).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Danhier, F. et al. Nanoparticules à base de PLGA : un aperçu des applications biomédicales. J. Control Release 161, 505–522 (2012).

Article CAS PubMed Google Scholar

Mahapatro, A. & Singh, D. Les nanoparticules biodégradables sont un excellent véhicule pour l'administration in vivo dirigée de médicaments et de vaccins. J. Nanobiotechnologie. 9, 55 (2011).

Article CAS Google Scholar

Cheng, J. et al. Formulation de nanoparticules PLGA-PEG fonctionnalisées pour l'administration ciblée de médicaments in vivo. Biomatériaux 28, 869–876 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Meissner, Y., Pellequer, Y. & Lamprecht, A. Nanoparticules dans les maladies inflammatoires de l'intestin : ciblage des particules par rapport à l'administration sensible au pH. Int. J.Pharm. 316, 138-143 (2006).

Article CAS PubMed Google Scholar

Meissner, Y. & Lamprecht, A. Approches alternatives d'administration de médicaments pour le traitement des maladies inflammatoires de l'intestin. J.Pharm. Sci. 97, 2878–2891 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Panyam, J. & Labhasetwar, V. Nanoparticules biodégradables pour l'administration de médicaments et de gènes aux cellules et aux tissus. Adv. Déliv. Rév. 55, 329–347 (2003).

Article CAS PubMed Google Scholar

Ladewig, K. Administration de médicaments dans l'ingénierie des tissus mous. Avis d'expert. Déliv. 8, 1175-1188 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

Lim, HJ et al. Une nouvelle technique de chargement de nanoparticules de paclitaxel-PLGA sur des greffons vasculaires en ePTFE. Biotechnol. Programme. 23, 693–697 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Toti, US et al. Administration ciblée d'antibiotiques aux infections à chlamydia intracellulaires à l'aide de nanoparticules de PLGA. Biomatériaux 32, 6606–6613 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lecaroz, C., Gamazo, C. & Blanco-Prieto, MJ Nanocarriers avec gentamicine pour traiter les pathogènes intracellulaires. J. Nanosci. Nanotechnologie. 6, 3296–3302 (2006).

Article CAS PubMed Google Scholar

Lecaroz, MC, Blanco-Prieto, MJ, Campanero, MA, Salman, H. & Gamazo, C. Particules de poly(D,L-lactide-coglycolide) contenant de la gentamicine : pharmacocinétique et pharmacodynamique chez des souris infectées par Brucella melitensis. Antimicrobien. Agents Chemother. 51, 1185-1190 (2007).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Imbuluzqueta, E. et al. Nouveaux supports de gentamicine hydrophobes bioactifs pour le traitement des infections bactériennes intracellulaires. Acta Biomater. 7, 1599-1608 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

Pillai, RR, Somayaji, SN, Rabinovich, M., Hudson, MC et Gonsalves, KE Nanoparticules de PLGA chargées de nafcilline pour le traitement de l'ostéomyélite. Biomédical. Mater. 3, 034114 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Gupta, H. et al. Nanoparticules de PLGA chargées de sparfloxacine pour l'administration prolongée de médicaments oculaires. Nanomédecine : nanotechnologie, biologie et médecine 6, 324–333 (2010).

Article CAS Google Scholar

Díez-Martínez, R. et al. Améliorer l'effet létal de Cpl-7, un lysozyme de phage pneumococcique à large activité bactéricide, en inversant la charge nette de son module de liaison à la paroi cellulaire. Antimicrobien. Agents Chemother. 57, 5355–5365 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Spellberg, B., Bartlett, J., Wunderink, R. & Gilbert, DN De nouvelles approches sont nécessaires pour développer les thérapies antibactériennes de demain. Suis. J. Respir. Crit. Soin Méd. 191, 135-140 (2015).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Gadakh, B. & Aerschot, AV Renaissance dans la découverte d'antibiotiques : quelques nouvelles approches pour trouver des médicaments pour traiter les mauvais insectes. Courant. Méd. Chim. (sous presse) (2015).

Cassetta, M., Marzo, T., Fallani, S., Novelli, A. & Messori, L. Repositionnement des médicaments : l'auranofine en tant qu'agent antimicrobien potentiel pour le traitement des infections staphylococciques graves. Biometals: une revue internationale sur le rôle des ions métalliques en biologie, biochimie et médecine 27, 787–791 (2014).

Article CAS Google Scholar

Avgoustakis, K. et al. Nanoparticules PLGA – mPEG de cisplatine : dégradation in vitro des nanoparticules, libération in vitro du médicament et résidence in vivo du médicament dans les propriétés du sang. J. Contrôle de libération. 79, 123-135 (2002).

Article CAS PubMed Google Scholar

Makadia, HK & Siegel, SJ Poly acide lactique-co-glycolique (PLGA) en tant que vecteur biodégradable d'administration contrôlée de médicaments. Polymers (Bâle) 3, 1377–1397 (2011).

Article CAS Google Scholar

Anderson, JM & Shive, MS Biodégradation et biocompatibilité des microsphères PLA et PLGA. Adv. Déliv. Rév. 28, 5–24 (1997).

Article CAS PubMed Google Scholar

Mohammadi, G. et al. Développement de nanoparticules d'azithromycine-PLGA : caractérisation physicochimique et effet antibactérien contre Salmonella typhi. Colloïdes Surf. B Biointerfaces . 80, 34-39 (2010).

Article CAS PubMed Google Scholar

Valizadeh, H. et al. Activité antibactérienne des nanoparticules de PLGA chargées de clarithromycine. Die Pharmazie 67, 63–68 (2012).

CAS PubMed Google Scholar

Lebeaux, D., Ghigo, J.-M. & Beloin, C. Infections liées au biofilm : combler le fossé entre la prise en charge clinique et les aspects fondamentaux de la récalcitrance aux antibiotiques. Microbiol. Mol. Biol. Rév. 78, 510–543 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Fonseca, C., Simões, S. & Gaspar, R. Nanoparticules de PLGA chargées de paclitaxel : préparation, caractérisation physicochimique et activité antitumorale in vitro. J. Control Release 83, 273–286 (2002).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kizu, R., Kaneda, M., Yamauchi, Y. & Miyazaki, M. Détermination de l'auranofine, un agent de chrysothérapie, dans l'urine par HPLC avec une réaction post-colonne et une détection visible. Chim. Pharm. Taureau (Tokyo) 41, 1261-1265 (1993).

Article CAS Google Scholar

Lacks, S. & Hotchkiss, RD Une étude du matériel génétique déterminant une activité enzymatique chez Pneumococcus. Biochim. Biophys. Acta 39, 508-518 (1960).

Article CAS PubMed Google Scholar

Moscoso, M., García, E. & López, R. Formation de biofilm par Streptococcus pneumoniae : rôle de la choline, de l'ADN extracellulaire et du polysaccharide capsulaire dans l'accrétion microbienne. J. Bactériol. 188, 7785−7795 (2006).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hoskins, J. et al. Génome de la bactérie Streptococcus pneumoniae souche R6. J. Bactériol. 183, 5709-5717 (2001).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Domenech, M., García, E. & Moscoso, M. Destruction in vitro des biofilms de Streptococcus pneumoniae avec des hydrolases de peptidoglycanes bactériennes et phagiques. Antimicrobien. Agents Chemother. 55, 4144–4148 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Shen, Y., Köller, T., Kreikemeyer, B. et Nelson, DC Dégradation rapide des biofilms de Streptococcus pyogenes par PlyC, une endolysine codée par un bactériophage. J. Antimicrobe. Chimimère. 68, 1818-1824 (2013).

Article CAS PubMed Google Scholar

Lanie, JA et al. Séquence du génome de la souche D39 virulente de sérotype 2 d'Avery de Streptococcus pneumoniae et comparaison avec celle de la souche de laboratoire R6 non encapsulée. J. Bactériol. 189, 38−51 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Soriano, F. et al. Percée dans la résistance à la pénicilline ? Isolats de Streptococcus pneumoniae avec des CMI de pénicilline/céfotaxime de 16 mg/L et leur parenté génotypique et géographique. J. Antimicrobe. Chimimère. 62, 1234−1240 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Télécharger les références

Nous remercions E. García pour la lecture critique du manuscrit. L'excellente assistance technique de E. Cano est grandement appréciée. Cette recherche a été financée par des subventions du Ministerio de Economía y Competitividad, Espagne (SAF2012-39444-C02-01, MAT2012-35556 et CSO2010-11384-E, Aging Network of Excellence). Nous remercions également le Centre national de microscopie électronique à l'UCM pour les analyses SEM.

Roberto Diez-Martinez

Adresse actuelle : The Zebrafish Lab, Plaza CEIN 5 A4, 31110, Noáin, Navarre, Espagne

Díez-Martínez Roberto et García-Fernández Esther ont contribué à parts égales à ce travail.

Département de microbiologie moléculaire et biologie des infections, Centre de recherche biologique (CSIC), Madrid, 28040, Espagne

Roberto Díez-Martínez, Esther García-Fernández, Mirian Domenech & Pedro García

CIBER des maladies respiratoires (CIBERES), Madrid, Espagne

Roberto Díez-Martínez, Esther García-Fernández, Mirian Domenech & Pedro García

Département de chimie inorganique et bioinorganique, Faculté de pharmacie, Université Complutense de Madrid, Institut de recherche en santé Hôpital 12 de Octubre, i+12, Pz/ Ramón y Cajal s/n, Madrid, 28040, Espagne

Miguel Manzano, Ángel Martínez et María Vallet-Regí

CIBER de bioingénierie, biomatériaux et nanomédecine (CIBER-BBN), Espagne

Miguel Manzano, Ángel Martínez et María Vallet-Regí

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

MV-R. et PG a conçu la recherche. RD-M., EG-F., MM, MV-R. et PG a conçu les expériences. RD-M., EG-F., MD, AM et MM ont réalisé les expériences et analysé les données. RD-M., EG-F., MM, MV-R. et PG a écrit le papier. Tous les auteurs ont discuté des résultats, édité et approuvé le manuscrit.

Les auteurs déclarent une absence d'intérêts financiers en compétition.

Ce travail est sous licence internationale Creative Commons Attribution 4.0. Les images ou tout autre matériel tiers dans cet article sont inclus dans la licence Creative Commons de l'article, sauf indication contraire dans la ligne de crédit ; si le matériel n'est pas inclus dans la licence Creative Commons, les utilisateurs devront obtenir l'autorisation du titulaire de la licence pour reproduire le matériel. Pour voir une copie de cette licence, visitez http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/

Réimpressions et autorisations

Díez-Martínez, R., García-Fernández, E., Manzano, M. et al. Les nanoparticules chargées d'auranofine comme nouvel outil thérapeutique pour lutter contre les infections à streptocoques. Sci Rep 6, 19525 (2016). https://doi.org/10.1038/srep19525

Télécharger la citation

Reçu : 22 juillet 2015

Accepté : 14 décembre 2015

Publié: 18 janvier 2016

DOI : https://doi.org/10.1038/srep19525

Toute personne avec qui vous partagez le lien suivant pourra lire ce contenu :

Désolé, aucun lien partageable n'est actuellement disponible pour cet article.

Fourni par l'initiative de partage de contenu Springer Nature SharedIt

En soumettant un commentaire, vous acceptez de respecter nos conditions d'utilisation et nos directives communautaires. Si vous trouvez quelque chose d'abusif ou qui ne respecte pas nos conditions ou directives, veuillez le signaler comme inapproprié.

Blog